生理学实验

一、神经和肌肉

实验1 坐骨神经腓肠肌标本的制备

坐骨神经干标本的制备

【实验目的】 学习坐骨神经腓肠肌和坐骨神经干标本的制备方法。

【实验原理】 两栖类动物的一些基本生命活动和生理功能与温血动物类似，但其离体组织所需存活条件比较简单，易于控制和掌握。因此在生理实验中常用蛙或蟾蜍的离体组织或器官作为实验标本来观察组织的兴奋性、兴奋过程、兴奋性的变化以及骨骼肌的收缩特点等。 【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材和药品】 蛙类手术器械一套(蛙板、玻璃板、探针、粗剪刀、组织剪、眼科剪、眼科镊、大头针、玻璃分针、搪瓷碗、培养皿、滴管、纱布、丝线)、锌铜弓、任氏液。

【操作步骤和观察项目】

(1)破坏脑和脊髓：左手持蛙，用食指下压头部，拇指按压背部，使头前俯。右手持探针从枕骨大孔处垂直刺入，再将针插向前方刺入颅腔搅碎脑组织。将探针退回进针处，向下刺入椎管捣毁，待蛙四肢松软，表明脑和脊髓已完全破坏（图5-1）。

图5-1 破坏蛙脑和脊髓 图5-2 横断脊柱 图5-3 剪断躯干上部及内脏 图5-4 剥离皮肤

(2)剪除躯干上部及内脏：在骶髂关节水平以上1cm处剪断脊柱，将头、前肢及内脏一并剪除，保留腰骶部脊柱及后肢。在腹部脊柱的两旁可以见到坐骨神经丛(图5-2、图5-3)。

(3)剥皮：左手捏紧脊柱断端，右手捏住断端处皮肤边缘，用力向下剥掉全部后肢皮肤(肛门皮肤粘膜移行处先行剪开)，把标本放入任氏液中，洗净手及所有用

过的器械(图5-4)。

(4)游离坐骨神经：将后肢标本腹面向上用大头针固定于蛙板上，沿脊柱两侧用玻璃分针分离坐骨神经，用普通剪刀剪下一小段与神经相连的脊柱，提起脊柱，逐一剪去神经分支。从耻骨联合处将两下肢分开。 将一侧下肢背面向上，用玻璃分针划开梨状肌及附近的结缔组织，循坐骨神经沟(股二头肌与半膜肌之间)找出坐骨神经的大腿部分，提起坐骨神经，小心剪断坐骨神经的所有分支，一直游离到膝关节(图5-5)。

图5-5 坐骨神经走向示意图 图5-6 蛙坐骨神经腓肠肌标本示意图

(5)游离腓肠肌：将分离干净的坐骨神经搭于腓肠肌，在膝关节周围剪掉全部大腿肌肉，并用普通剪刀将股骨刮干净，在股骨中部剪去上段股骨。再于跟腱处用线结扎，剪断结扎处远端跟腱并游离腓肠肌至膝关节处，在膝关节以下将小腿其余部分全剪掉，这样即得到附着于股骨上、有坐骨神经支配的腓肠肌标本，立即浸于任氏液中(图5-6)。

(6)制作坐骨神经干标本：当坐骨神经游离到膝关节处后再向下继续剥离，在腓肠肌两侧的肌肉内找到胫神经和腓神经。剪去任一分支，分离留下的直到足趾，用线结扎，在结扎远端剪断。(注意：坐骨神经在膝关节处分成两支，绕过膝关节时，上面覆盖有肌腱和肌膜（分离时切勿剪断或损伤神经。)标本制成后，浸于任氏液。

(7)检查标本兴奋性：将标本取出放在玻璃板上，取锌铜弓浸湿任氏液后迅速接触坐骨神经，如腓肠肌发生明显收缩，表明标本具有正常的兴奋性。将标本放于盛有任氏液的培养皿中备用。 【注意事项】

(1)制备神经标本过程中，要不断滴加任氏液，以防标本表面干燥而失去正常兴奋性。

(2)操作过程中，应避免过度牵拉神经和肌肉。避免用手、用镊子夹伤神经和肌肉。

(3)损毁脑和脊髓时，要防止蟾蜍毒液射入操作者眼内，若误入眼内，应迅速用生理盐水冲洗。 【思考题】

（1）怎样判断蟾蜍的脑和脊髓是否完全损毁?

（2）制备好的神经肌肉标本为何要浸泡于任氏液中? （3）锌铜弓为什么可以检查神经肌肉的兴奋性?

实验2 阈刺激、阈上刺激和最大刺激

【实验目的】 通过测定坐骨神经腓肠肌标本的阈刺激、最大刺激，以了解该标本的兴奋性以及刺激强度与肌肉收缩的关系。

【实验原理】 活组织具有兴奋性，能接受刺激发生反应，刺激要能引起组织发生反应必须有足够的强度，足够的持续时间和一定的强度变化率。如果保持刺激持续时间及强度变化率不变，引起反应所需的最小刺激强度称为阈值。所以组织兴奋性的高低通常用阈值来量度，兴奋性高的组织阈值低，兴奋性低的组织阈值高。强度为阈值的刺激称为阈刺激。阈值常作为衡量组织兴奋性高低的客观指标。 腓肠肌是由许多兴奋性高低不同的肌纤维组成的。如果用单个电脉冲刺激坐骨神经腓肠肌标本的坐骨神经干或直接刺激肌肉，刚能引起肌肉发生收缩反应(即兴奋性最高的那部分神经和肌肉发生兴奋)的刺激强度称阈值，随着刺激强度的增加，参加反应的神经和肌肉增加，肌肉的收缩程度也相应逐步增大，这时的刺激

强度称为阈上刺激，当刺激增大到某一数值时，肌肉出现最大的收缩反应。如再增加刺激强度，肌肉的收缩反应不再增大，这种能引起肌肉发生最大收缩反应的最小刺激，称为肌肉收缩的最大刺激。 【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材和药品】 制作坐骨神经腓肠肌标本的全部手术器械(见实验1)、肌槽(肌动器)、张力换能器、刺激输出线、具有微调升降功能的支架、双凹夹、任氏液。 【操作步骤】

(1)制作坐骨神经腓肠肌标本(见实验1)：制备好浸于任氏液数分钟后备用。 (2)安放标本：将标本的股骨残端插入肌动器的螺丝孔内将其固定，将扎在肌肉跟腱上的线缚在张力换能器的受力片上，调整张力换能器的高度，使肌肉处于自然拉长的长度(松紧合适)，用双凹夹将换能器固定于支架上。坐骨神经干置于肌槽的刺激电极上。(图5-7)

图5-7坐骨神经腓肠肌标本与肌动器、张力换能器的连接

(3)调整记录装置：

①打开生物信号记录分析系统。

②“信号输入”→“1通道” →“张力”。

③根据信号图形调整放大倍数（灵敏度），扫描速度。

④设置刺激器：单次，串间隔10ms，强度0，波宽1ms，波间隔0ms，串长1个。设置完毕将刺激输出线连接到肌槽的刺激接线柱上。 系统设置也可选用“实验模块”中“骨骼肌收缩”，将设置中的刺激强度调为零，然后逐渐增大刺激强度，观察记录阈刺激和最大刺激。 【观察项目】

(1)逐渐增大刺激强度，每改变一次刺激强度，开启一次刺激，输出一个设定刺激，当刚出现收缩曲线时，此时的刺激强度为阈值。 (2)继续增大刺激强度，观察刚出现最大收缩高度时的刺激强度，此即最大刺激。 【注意事项】

(1)经常给标本滴加任氏液，保持标本良好的兴奋性。 (2)每两次刺激之间应让标本休息0.5～lmin。

(3)若刺激神经引起肌肉收缩不稳定时，可直接刺激肌肉。 【思考题】

（1）能否以神经干的动作电位，或肌肉的肌电作为指标来测定阈刺激、最大刺激?

（2）骨骼肌的收缩幅度与刺激强度之间有何关系?

实验3 神经干动作电位观察

【实验目的】 观察蛙神经干动作电位波形。

【实验原理】 动作电位是神经纤维兴奋的标志。动作电位产生后会沿着细胞膜扩布，动作电位通过位于神经干表面的引导电极时，便可记录到这种电位波动。根据引导方式的不同，动作电位波形可呈双相或单相。

神经干由许多神经纤维组成，其兴奋阈值、传导速度都不同，本实验引导的是坐骨神经干的复合动作电位，因此，记录到的动作电位的幅度与刺激强度有关，即在阈刺激和最大刺激之间所引导的动作电位幅值随刺激强度的增加而递增。当刺激达到最大刺激时，所有的神经纤维都兴奋，动作电位幅度将达到最大值。 当动作电位先后通过两个引导电极时，可记录到两个方向相反的电位偏转波形，称双相动作电位。如果两个引导电极之间的神经组织有损伤，兴奋波只通过第一个引导电极，不能传导到第二个引导电极，则只能记录到一个方向的电位偏转波形，称为单相动作电位。 【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。 【器材和药品】 制作坐骨神经干标本的全套手术器械(见实验1)、神经屏蔽盒、生物电引导线、刺激输出线、任氏液、1mol/L KCl、2%普鲁卡因、滤纸片。 【操作步骤和观察项目】

(1)制备坐骨神经干标本。制备方法和制备坐骨神经腓肠肌标本类似。沿脊柱两侧用玻璃分针分离坐骨神经，于靠近脊柱处穿线、结扎、剪断。轻轻提起结扎线，逐一剪去神经分支。当坐骨神经游离到膝关节处后再向下继续剥离，在腓肠肌两侧肌沟内找到胫神经和腓神经，剪去任一分支，分离留下的一支直到足趾，尽可能分离长一些，用线结扎，在结扎的远端剪断。坐骨神经在经过膝关节时，上面覆盖有肌腱和肌膜，分离时切勿剪断或损伤神经。标本制成后，浸于任氏液中数分钟，使其兴奋性稳定后备用。

(2)将神经干标本置于神经屏蔽盒中，神经干的中枢端（粗端）置于刺激电极位置，外周端（细端）置于引导电极。

图5-8 刺激输出线、生物电引导线与神经标本屏蔽盒的连接

(3)打开多媒体生物信号记录分析系统。在第一次做该实验时直接进入“实验模块”，选择“动作电位”。熟悉后可进入通用程序。

①“信号输入”→“通道1” →“动作电位”。如果动作电位波形有毛刺样干扰，可选50Hz滤波。

②扫描方式：“实验设置”→“触发显示方式”。

③根据信号图形调整放大倍数（灵敏度），扫描速度。 ④刺激设置：单次、强度0.6V、波宽0.05ms。

开启刺激，这时可以看到动作电位波形，根据波形大小重新调整参数：

如果伪迹很大，可用1cm×lcm大小的滤纸片，用任氏液浸湿后，放在地线位置处的神经上，可大大减小刺激伪迹。

(4)改变生物电引导线的位置，观察动作电位的波形有无改变，把神经干标本放置方向交换，观察动作电位的波形有无改变。

(5)将刺激强度设成0，然后逐渐增大强度，寻找阈刺激和最大刺激，观察动作电位的波形有无改变。

(6)将引导电极和刺激电极的距离尽可能变大，观察动作电位波形有无分离。 (7)用1mol/L KCl溶液滤纸片贴在外周端的引导电极上，观察电位波形有无改变。 (8)用任氏液洗去KCl，观察动作电位波形有无改变。

(9)用2%普鲁卡因滤纸片贴在刺激电极和引导电极之间，观察动作电位波形是否出现。

(10)洗去普鲁卡因，观察动作电位波形是否重新出现。

(11)用镊子将两个记录电极之间神经夹伤，观察动作电位波形有何改变。 【注意事项】

(1)制备坐骨神经干标本时，应尽量除尽附着的血管、神经。神经干两端应用线扎紧，浸于任氏液中备用，取神经干时须用镊子夹持两端结扎线，切不可直接夹持神经干。

(2)经常保持神经标本湿润，(可置一小片湿纱布)，但液体不宜过多，以免短路。 (3)注意使神经标本与刺激电极和引导电极密切接触。

(4)两刺激电极间距离不宜太近，因其间神经干电阻太小，甚至可导致两电极间近于短路，损坏刺激器。

(5)神经屏蔽盒用后应清洗干净，尤其是刺激电极和引导电极，否则残留盐溶液会导致电极腐蚀和导线生锈。 【思考题】

（1）试解释神经干动作电位幅度随刺激强度增大而增大的原因。为什么到最大刺激后，动作电位幅度不再增加。

（2）试述单、双向动作电位的产生原理，两种电位在时程和幅度上有何不同? （3）记录神经干动作电位时，为什么常在中枢端给予刺激，而在外周端引导动作电位?

（4）解释在引导电极上放置KCl滤纸片记录到的动作电位波形变化。

（5）解释在刺激电极和引导电极之间放置普鲁卡因滤纸片对动作电位的影响。 （6）解释在两个引导电极之间夹伤神经对动作电位波形的影响。

图5-9 蛙神经干双向动作电位

实验4 神经干兴奋性不应期的测定

高效价的A型血和B型血制作的血清，利用A型标准血清(含抗B抗体，即抗B凝集素)和B型标准血清(含抗A抗体，即抗A凝集素)分别与受试者的红细胞混合，观察有无红细胞凝集现象，即可判定红细胞膜上所含的凝集原，从而确定其血型。在血型确定后，临床输血时尚需将同型血进行交叉配血，如无凝集现象，才能进行输血。

交叉配血试验是将供血者的红细胞与受血者的血清混合(称为交叉配血试验的主侧)，再将供血者的血清和受血者的红细胞混合(称为交叉配血试验的次侧) 。若主侧、次侧均无凝集，称完全配合，可安全输血。如主侧不凝，次侧凝，有条件时最好换一个血再作交叉配血，无条件换血则只能少量、缓慢输血。如主侧凝集，则绝对不能输血。 【实验对象】 人。

【器材和药品】 消毒采血针、注射器及针头、消毒棉签、消毒棉球、玻片、小试管、牙签、离心机、蜡笔、显微镜、碘酒、75%酒精、生理盐水、A型及B型标准血清、滴管。

【操作步骤和观察项目】 (一)ABO血型鉴定

(1)取A型、B型标准血清各1滴，分别滴在玻片的两端，分别标明A和B。 (2)用75%酒精棉球消毒耳垂或指尖，用消毒采血针刺破皮肤，取1～2滴血于盛有lml生理盐水的小试管中混匀，制成红细胞悬液，然后用消毒干棉球堵住针孔以防继续出血。

(3)用滴管吸取红细胞悬液，分别滴一滴于玻片上的血清中，注意勿使滴管尖端和血清相接触，用二支牙签分别混匀。(如出血量少，亦可分别用二支牙签将血直接刮下，与玻片上的血清混匀。注意已经接触过血清的牙签不得再接触伤口血液。)

(4)10min后，用肉眼观察有无红细胞凝集反应，如无凝集反应，再用清洁牙签混合。30min后，再在显微镜低倍镜下观察，根据凝集情况确定被检查者血型。

图5-14 ABO血型检查结果示意图 (二)交叉配血 1．玻片法

(1)选取二名ABO血型相同的受试者，确定一名为受血者，一名为供血者。 (2)碘酒、酒精消毒皮肤，用消毒的干燥注射器分别抽取供血者、

受血者静脉血各2ml，将其中1～2滴加入

装有lml生理盐水的小试管中制成红细胞悬液，其余血液装入另一小试管中，待其凝固后离心析出血清备用。在试管上标上供血者、受血者标记。

(3)在玻片两端分别标上“主”、“次”字样，在主侧分别加上供血者红细胞悬液和受血者血清各1滴，在次侧分别滴加供血者血清和受血者红细胞悬液各1滴，分别用牙签混合。15min后观察结果，如两侧均无凝集表示配血相合。 2．试管法 取试管2支，分别标上“主”、“次”字样，按玻片法加入相应内容，混匀后离心1min(1 000r/min)，取出观察结果。 【注意事项】

(1)标准血清的瓶盖切勿盖错，吸红细胞悬液的滴管切勿混用，搅拌用的牙签，用后即弃，不得互相污染或混淆使用。

(2)红细胞悬液和标准血清须新鲜，否则易出现假阳性反应(凝集)。 (3)红细胞悬液不能太淡，否则可出现假阴性反应。 (4)凝集出现时间长短与红细胞膜上凝集原数量有关，例如与基因组合状况有关，同是A型，但基因型的AA型比AO型的A型凝集原多，因而凝集现象出现快。肉眼难以辨别凝集的应在显微镜下观察。 【思考题】

（1）如无标准血清，仅知某人的血型是A型或B型，可否利用这一条件鉴定一未知血型?

（2）为什么在血型相同的人之间进行输血，也要进行交叉配血试验? （3）同一个供血者和受血者，第二次输血时还要作交叉配血试验吗?

三、循 环

实验15 蛙心起搏点分析

【实验目的】 通过结扎阻断窦-房兴奋传导或房-室兴奋传导，观察蛙心起搏点和心脏不同部位自律细胞自律性高低，以及温度对它们的影响。

【实验原理】 心脏的特殊传导系统具有自律性，不同部位的自律细胞自律性不同。哺乳类动物窦房结自律性最高，房室交界次之，心肌传导细胞最低。窦房结主导整个心脏的节律性兴奋和收缩，称为正常起搏点。两栖类动物心脏的正常起搏点是静脉窦，由于两栖类心脏对 环境的要求低，故常选作实验动物。 【实验对象】 蟾蜍（或蛙）。

【器材和药品】 蛙类手术器械一套(见实验1)、蛙心夹、小试管、试管夹、酒精灯、水温温度计、滴管、任氏液。 【操作步骤和观察项目】

(1)取蛙一只，用探针破坏脑和骨髓，仰位固定在蛙板上。用粗剪刀剪开胸部皮肤并沿中线剪开胸骨，将胸骨向两侧牵拉，充分暴露心包和心脏。

(2)用眼科剪剪开心包膜，暴露心脏，识别左、右心房、心室、动脉圆锥、主动脉干。

(3)用玻璃分针将心脏向上翻转，在背面可见搏动的静脉窦、心房和心室。注意在静脉窦与心房交界处有一半月形白线，即窦房沟。

图5-15 蟾蜍的心脏结构示意图

(4)观察静脉窦和心房、心室的跳动，并计数其跳动次数。

(5)用盛有35～40℃热水的小试管分别依次接触心室、心房和静脉窦以提高它们的温度，同时分别观察记录心跳频率的变化。

(6)在静脉窦和心房之间穿一丝线，在窦房沟部结扎以阻断窦-房传导，观察心房和心室跳动是否暂时停止?待心房和心室恢复跳动后，静脉窦、心房和心室跳动频率有何变化?

(7)在房室沟处穿一丝线，将房室沟结扎，以阻断房-室兴奋传导，观察心室是否暂时停止跳动，待心室恢复跳动后，分别记录静脉窦、心房、心室的跳动频率。由此得出结论，心脏的起搏点位于何处? 【注意事项】

(1)破坏中枢应彻底，防止上肢肌紧张，影响暴露视野。 (2)剪开心包应仔细，勿伤及心脏和大血管。 (3)实验中随时用任氏液润湿心脏表面。

(4)局部加温时温度不宜过高，以防损伤心肌。

(5)沿静脉窦边缘结扎时，扎线应尽量靠近心房端，以免损伤静脉窦或将部分静脉窦残留，影响实验结果。

(6)结扎后如心房和心室停跳时间过长，可用玻璃分针给心房和心室一机械刺激，或对心

房、心室加温，促进心房和心室恢复跳动。 【思考题】

（1）根据蛙心静脉窦、心房、心室三者的不同收缩频率，可说明蛙心起搏点位于何处?

（2）为什么在刚结扎的时候，结扎下方的部分停止收缩，而后又会重新恢复跳动?

实验16 期前收缩与代偿间歇

【实验目的】 学习记录在体蛙心心跳曲线(心肌收缩曲线)的方法，观察在心肌收缩的不同时期给心脏以额外刺激后的反应，以了解心肌兴奋性变化的特征。 【实验原理】 心肌每发生一次兴奋后，其兴奋性会发生一系列周期性变化。与其他可兴奋组织相比，其特点是有效不应期特别长，几乎相当于整个收缩期和舒张早期。因此，在心肌的收缩期及舒张早期给予任何强大的外加刺激都不能引起心肌兴奋和收缩。心肌的相对不应期在其舒张中期，在此期给心脏一个较强刺激，可引起一个提前出现的兴奋和收缩，称期前兴奋和期前收缩。期前兴奋也有一个有效不应期。随后到达的正常起搏点的兴奋(窦性兴奋)往往正好落在期前兴奋的有效不应期内，因而不能引起心室肌兴奋和收缩，必须等到下一次正常起搏点的兴奋传来时才发生兴奋。因而在一次期前收缩之后，往往有段较长的心脏舒张期，称为代偿间歇。

【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材和药品】 蛙类手术器械（见实验1）、张力换能器、刺激输出线、万能支架、连有细线和焊有漆包线的蛙心夹、双凹夹、任氏液。 【操作步骤和观察项目】

(1)破坏蟾蜍的脑和脊髓，用大头针背位固定四肢于蛙板。

(2)自剑突两侧下颌角方向剪开胸部皮肤，用镊子提起胸骨，剪开两侧肌肉，再伸入胸腔，剪去胸骨，注意勿伤及心脏、血管。用镊子提起心包膜，剪开心包膜暴露心脏。

(3)将连有细线和焊有漆包线的蛙心夹在心舒期夹住蛙心尖少许。

(4)将蛙心夹上细线连在张力换能器的受力片上。上移换能器，使线绷垂直，观察张力换能器上受力片轻微移动（图5-16）。张力换能器的插头插入1通道插孔。

图5-16 期前收缩装置

(5)打开多媒体生物信号记录分析系统。 初次实验可直接进入“实验模块”中。 ① 选择实验模块中期前收缩和代偿间歇 ②刺激设置：单刺激、强度3V、波宽l0ms。 熟悉后可进入通用程序。 ①通道1选张力。

②根据信号图形适当调整放大倍数、扫描速度。 ③设置刺激器：单刺激，强度3V，波宽l0ms。

（6）调整张力换能器位置，进一步拉紧连接心尖与张力换能器的丝线，根据屏幕上的曲线调整灵敏度。曲线上升支为收缩期，下降支为舒张期。

（7）开启刺激，将刺激输出电极先在骨骼肌上检查，确定有刺激输出，然后停止刺激，将输出线红线连在蛙心夹上的漆包线上(连接处应预先刮去漆层)，白线夹在蟾蜍伤口处皮肤上。开始观察记录。

（8）开启刺激，观察当刺激分别落在心肌收缩曲线的各个部位时，是否有期前收缩和代偿间歇出现，如未出现，可适当调节刺激的强度和波宽。 【注意事项】

(1)破坏脑和脊髓应完全，以免实验中动物活动影响曲线记录。 (2)随时用任氏液润湿心脏。

(3)注意保护张力换能器，不要过分牵拉，轻轻地提起心脏。 (4)注意安放在心室上的刺激电极应避免短路。

(5)正式刺激心脏时，应先在骨骼肌上检查刺激是否有输出以及输出的大小。 【思考题】

（1）破坏脑和脊髓后，心脏为何还会跳动? （2）期前收缩后是否一定出现代偿间歇?

（3）实验中可否同时记录心电图?如可，应如何操作?

实验17蛙心电图记录

【实验目的】 观察蛙心电图波形，观察记录位置对心电图波形的影响。

【实验原理】 心脏的电变化可通过导电的体液传导到体表，若将引导电极置于体表不同部位，便能记录心电活动的图形，这就是心电图。 【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材和药品】 蛙类手术器械（见实验1）、心电导联线、任氏液。 【操作步骤和观察项目】

(1)破坏蟾蜍的脑和脊髓，用大头针背位固定四肢于蛙板上，再用1颗大头针插入蟾蜍胸前的皮下，不要扎进肌肉。

将心电导联线的插头插入心电输入口（MS2000和MS4000），心电导联线分别接在蟾蜍四肢和胸前的大头针上（红线接右前肢，黄线接左前肢，绿线接左后肢，黑线接右后肢，白线接胸前）。 ASB240U系统采用生物电引导电极。 (2)打开多媒体生物信号记录分析系统。

1通道信号选“心电”，根据波形情况调整增益。 （3）顺次序观察记录I、Ⅱ、Ⅲ导联。 【注意事项】

(1)破坏脑和脊髓应彻底，使其肌肉完全松弛，以避免肌电干扰。 (2)记录信号不好时，可轻刮大头针，以使导电良好。

(3)如用小鼠记录心电图，可先将小鼠用0.3%戊巴比妥钠腹腔注射麻醉，按l0ml/kg剂量腹腔注射，每只约0.2～0.4ml。

(4)如用家兔记录心电图，用3%戊巴比妥钠按1ml/kg剂量耳缘静脉麻醉。 【思考题】

（1）从肢体或体表为什么能引导记录出心脏的电活动变化？

（2）同一心脏的电活动变化为什么在不同导联的心电图波形不相同？

实验18蛙心容积导体实验

【实验目的】 了解容积导体的概念，观察心脏位置对心电图波形的影响。

【实验原理】 人体的组织和体液都可导电，且具有三维空间，因此人体即是容积导体。心脏即处于这容积导体中。当心肌兴奋时，其电变化可传到体表，当放置引导电极于不同体表位置时，可记录到不同的电位变化波形。为进一步证明容积导体现象，可将蟾蜍心脏取出来，放于任氏液中，仍然可以记录到类似的心电变化波形。

【实验对象】 蟾蜍或蛙。

【器材和药品】 蛙类手术器械一套、心电导联线、任氏液。 【操作步骤和观察项目】 (1)破坏脑和脊髓，用大头针背位固定四肢于蛙板上(可利用作过心电图的蛙（蟾蜍）)。

(2)自剑突向两侧下颌角方向剪开胸部皮肤，用镊子提起胸骨，剪开肌肉，伸入胸腔，将胸

骨从中剪开，打开心包膜，暴露心脏。

(3)（MS2000和MS4000）用心电导联线按右前肢——红，左前肢——黄，右后肢——黑，左后肢----绿的方式，

连接固定四肢的大头针。心电导联线的插头插入心电输入口。ASB240U系统采用生物电引导电极。

(4)打开多媒体生物信号记录分析系统。

1通道信号选“心电”，根据波形情况调整增益。 (5)观察并记录一段正常心电图(选择Ⅱ导联)。

(6)翻过心脏，认真辨别心房、静脉窦位置，不伤及静脉窦剪下心脏，放入盛有任氏液的培养皿。将心脏离开胸腔，观察心电图是否出现，然后按照原来的心脏位置放回去，观察心电图是否重新出现。

(7)将蛙心尖朝向头端，观察心电图有无改变。

(8)把心脏取出放入盛有任氏液的培养皿，把心电导联线的鳄鱼夹夹在培养皿四周，浸在任氏液中，观察能否记录到心电图，改变心尖方向，观察心电图的变化。 【注意事项】

(1)剪下心脏时，勿伤及静脉窦。 (2)任氏液以浸及心脏为宜。

(3)用鳄鱼夹夹住培养皿边缘时，为避免滑脱，可垫一点脱脂棉。 【思考题】

离体的心脏在一定条件下为什么仍然能记录到心电图？

实验19 蛙肠系膜微循环观察

【实验目的】 通过观察蛙肠系膜(或舌、肺、蹼等)的血管内血流情况，了解微循环的组成和血流特点，以及某些物质对外周血管舒缩活动的影响。

【实验原理】 蛙组织对环境条件的要求低，组织薄弱部位易透光，可在显微镜下直接观察微循环血流特点。可根据血流速度，是否呈轴流现象(即血细胞在血管中央流动)，以及血流速度变化，区别动脉和静脉，毛细血管内只能允许血细胞单个通过。

【实验对象】 蟾蜍(蛙)。

【器材和药品】 显微镜、有孔薄软木蛙板、蛙类手术器械（见实验1）、吸管、注射器、20%氨基甲酸乙酯(或乙醚)、任氏液、1:10 000去甲肾上腺素、1:10 000乙酰胆碱、1:10 000组织胺。 【操作步骤和观察项目】

(1)取蟾蜍一只，称重，自尾部两侧皮下淋巴囊注射20%氨基甲酸溶液，按10ml/kg，每只约2～3ml(或放入玻璃罩内用乙醚麻醉)。lOmin左右蛙进入麻醉状态。 (2)用大头针将蛙仰位固定于蛙板上。在下腹部一侧剪开一竖形切口，用眼科镊子轻轻拉出一段小肠，将肠系膜展开，并张于蛙板上的直径约5mm的小圆孔上，然后用数颗大头针将肠管固定在蛙板上。

(3)将肠系膜置于低倍镜下，分辨小动脉、小静脉和毛细血管并观察其中血流特点。

①小动脉：壁厚，血液较鲜红，血流从主干流向分支，流速快而不均匀，血管可见搏动。可观察到红细胞的轴流现象。

②小静脉：管壁薄，血液较暗红。血流方向是从肠管流向主干，即肠系膜中央。流速较动脉慢，但比毛细血管快，无搏动和轴流现象，偶尔有倒流现象。

③毛细血管：透明、血液色淡，最细的毛细血管中单个红细胞缓慢流过。可换高倍镜观察。有些毛细血管时而出现，时而消失，因为毛细血管有开放和关闭两种状态。

(4)在视野标本上滴加1:10 000去甲肾上腺素1～2滴，观察血管口径、血流速度、毛细血管数量的变化。

(5)用任氏液洗去去甲肾上腺素，使血流恢复原来状态后，滴加1:10 000乙酰胆碱1～2滴，观察血管床和血流变化情况。

(6)用任氏液洗去乙酰胆碱，待血流恢复后，滴加1:10 000组织胺，观察血管床和血流变化。 【注意事项】

(1)手术操作轻柔，固定时避开血管，保护肠系膜洁净及视野清晰。 (2)经常滴加任氏液，以防肠系膜干燥。

(3)固定肠系膜时不宜牵拉太紧，以免阻断血流、损伤血管。 (4)若观察足蹼血管，宜用蛙，不宜用蟾蜍。 【思考题】

试分析去甲肾上腺素、乙酰胆碱、组织胺对血管的作用原理。

实验20 蛙心灌流

【实验目的】 学习离体蛙心灌流方法，观察各种体液因素对心肌自律性和收缩性的影 响。

【实验原理】 离体心脏如能保持适宜环境，仍能维持一定时间节律性跳动。蛙的心脏对环境的适应性强，在用任氏液提供与蛙细胞外液相似的内环境时，心脏可跳动较长时间，将心脏的跳动记录下来，可分析其自律性和收缩能力的变化。 【实验对象】 蟾蜍(蛙)。

【器材和药品】 蛙类手术器械（见实验1）、玻璃蛙心插管、蛙心夹、万能支架、吸管、小烧杯、张力换能器；任氏液、无钙任氏液、0.65%NaCl、2êCl2、1%KCl、1:10 000肾上腺素、1:10 000去甲肾上腺素、1:10 000乙酰胆碱、3%乳酸、2.5%NaHC03。 【操作步骤】

(1)制备蛙心灌流标本：

①取蟾蜍一只，破坏脑和脊髓，仰位固定于蛙板上。打开胸腔，暴露心脏。 ②观察心脏的结构。心脏下方是心室(蛙只有一个心室)，上方是两个心房。心室右上角连着动脉干，动脉干根部膨大为动脉圆锥，也称动脉球。动脉向上分成两

支。将心脏翻向头侧，心脏背面两心房下面，可以看到颜色较紫红的膨大部分，为静脉窦，相当于人的窦房结(参见实验15)。 ③在动脉干下穿两条线，一条在动脉干上打一虚结备用，另一条置于腔静脉处打一虚结备用。

④在动脉干上选择一条较粗动脉分支，剪一“V”型切口，注意切勿剪断动脉。 ⑤将充满任氏液的蛙心插管从切口经动脉插至主动脉球后稍退出，再沿主动脉球后壁向心室中央方向插入，经主动脉瓣插入心室腔内。此时可见插管内液面随心脏跳动而上下移动。将预先打好的松结扎紧，并将扎线固定在插管壁上的玻璃小钩上防止滑脱。及时地用吸管吸去插管内液体，更换新鲜任氏液，防止血凝块堵塞插管。

⑥小心提起插管和心脏，剪断与心脏相连的血管，注意勿伤及静脉窦。在静脉窦的远方可将腔静脉结扎。

(2)将制备好的蛙心灌流标本固定在铁支架上。用连有丝线的蛙心夹夹住蛙心。将连线缚于下方张力换能器受力片上的小孔，连线应保持垂直，松紧适度。张力换能器应向下方倾斜，防止任氏液流进张力换能器。张力换能器插头插入1通道（图5-17）。

图5-17 蛙心灌流装置

(3)打开生物信号记录分析系统。 1通道选为“张力”。 ①通道1选张力。

②根据信号图形适当调整放大倍数、扫描速度。 注意整个实验期间蛙心插管内任氏液平面须恒定。

【观察项目】 进入记录状态，在进行下述实验项目观察时，注意打好标记。 (1)观察正常心搏曲线。

(2)吸出蛙心插管内任氏液，加入1%KCl 1～2滴，观察心搏曲线变化。当心搏曲线发生变化时立即吸出，多次用新鲜任氏液冲洗。直至心搏恢复正常，以后每加一种药物照此办理。

(3)加入1:10 000去甲肾上腺素1～2滴。 (4)加入1:10 000乙酰胆碱1～2滴。 (5)加入1:10 000肾上腺素1～2滴。 (6)换入无钙任氏液。 (7)加入2êCl21～2滴。

(8)加入2.5%NaHC031～2滴。

(9)加入3%乳酸1～2滴，当心搏曲线出现变化时加入1～2滴2.5%NaHC03，观察心搏的恢复过程。

(10)换入任氏液，观察心搏曲线变化。 【注意事项】

(1)进行各项观察时，应保持管内液平面高度一致。

(2)注意吸取药物的吸管和冲洗新鲜任氏液吸管不得混用。

(3)每次加药物时，先加1～2滴，用吸管混匀后如作用不明显再补加。 (4)每次换药时都应使心搏曲线恢复后进行。 (5)用任氏液冲洗应尽量迅速。

(6)换能器头端应向下倾斜，以免液体进入换能器。 【思考题】

（1）为什么蛙心插管的液面要保持一致? （2）试分析各种体液因素的作用原理。

实验21心音听诊

【实验目的】 初步掌握心音听诊方法，学会分辨第一和第二心音。

【实验原理】 心音是由于心肌收缩、瓣膜关闭等引起的振动产生，通过传导，可在胸壁用听诊器或耳直接贴在胸壁上听到。通常情况下，只能听到两个心音，第一心音和第二心音。

第一心音标志着心室收缩的开始，特点是音调较低，持续时间长，响度较大；第二心音标志心舒期的开始，音调较高，持续时间短，响度较低。 【实验对象】 人。 【器材】 听诊器。

【操作步骤和观察项目】

(1)受试者安静端坐，解开上衣，露出胸部。 (2)确定心音听诊部位。

①二尖瓣听诊区：心尖部，即左锁骨中线内侧第五肋间，也可选择心尖搏动处。 ②三尖瓣听诊区：胸骨左缘第四肋间或剑突下。 ③主动脉瓣听诊区：胸骨右缘第二肋间。 ④肺动脉瓣听诊区：胸骨左缘第二肋间。

(3)检查者戴好听诊器，右手拇指、食指和中指轻持听诊器胸件，置于受试者胸壁上(不要过紧或过松)。按二尖瓣、主动脉瓣、肺动脉瓣及三尖瓣区顺次进行听诊。在胸壁任何部位均可听到两个心音。

（4）仔细区分第一心音和第二心音，可用手同时测试脉搏，与脉搏同时出现的为第一心音。

（5）比较不同部位两心音的强弱。 【注意事项】

（1）室内保持安静，如果呼吸音影响听诊，可嘱受试者暂停呼吸。 （2）听诊器的耳器方向应与外耳一致（向前），胶管勿与衣物摩擦。

（3）初次听诊，为更好的区别第一心音和第二心音，可选取心率较慢的对象进行。

图5-18心音听诊部位 实验22 人体动脉血压的测定

【实验目的】 学习人体动脉血压的间接测定方法，正确测定人体肱动脉的收缩压和舒张压。

【实验原理】 动脉血压是指流动的血液对动脉血管壁的侧压力。通常血液在血管内流动时没有声音，如果血流过狭窄处形成涡流时，则会发出声音。当缚在上臂的袖带被充气加压，压力超过收缩压时，就会完全阻断肱动脉内的血流，此时在肱动脉下方既听不到声音也触不到桡动脉脉搏。然后逐渐放气降压，当袖带内压力略低于收缩压的瞬间，血液可在压力达到收缩压时，通过被压迫而变窄的肱动脉，形成涡流，发出声音，此时用听诊器在肱动脉远端可听到声音，也可触摸到桡动脉脉搏，此时血压计水银柱的读数为收缩压；当袖带内压力愈接近舒张压时，通过肱动脉的血量愈多，血流持续时间愈长，听到的声音越来越强而清晰，当袖带内压力稍低于舒张压时，血管内血流由断续变为连续，失去了形成涡流的因素，声音突然降低或消失，此时水银柱读数相当于舒张压。 【实验对象】 人。

【器材】 汞柱式血压计、听诊器 【操作步骤和观察项目】

(1)受试者静坐5min，脱去一侧衣袖，前臂平放于桌上，手掌向上，使上臂中段与心脏处同—水平。

(2)松开血压计橡皮球上螺丝帽，将袖带内空气放出后再将其旋紧，打开水银槽开关。

(3)将袖带缠于受试者上臂，袖带下缘应在肘窝上约2cm，袖带松紧适宜。 (4)戴上听诊器，注意使耳器的弯曲方向和外耳道一致。在肘窝内侧触摸到动脉脉搏后，将听诊器胸件放于其上。

(5)右手持橡皮球，向袖带内打气加压，同时注意从听诊器听到的声音，在听不到脉搏音后再打气让水银柱再上升20～30mmHg(1mmHg=0.133kPa)，然后打开气球螺丝帽，徐徐放气，在水银柱缓缓下降的同时仔细听诊，当出现第一声血管音时，血压表水银柱上的刻度值为收缩压。

(6)使袖带继续缓缓放气，可听到血管音由低变高，而后突然由高变低，最后完全消失，声音由高变低这一瞬间，水银柱上刻度值为舒张压(若以声音完全消失为准，则宜在此时水银柱上刻度加5mmHg)。血压记录以收缩压/舒张压及mmHg表示，例如某人的动脉血压为120/80mmHg。

【注意事项】

(1)室内应保持安静。

(2)袖带充气加压后放气时，速度不宜太快，也不宜太慢，一般以每秒下降2～5mmHg为宜。(3)听诊器放在肱动脉搏动处不能太重或太轻，更不能压在袖带下进行测定。

(4)动脉血压通常连续测2～3次，每次应间隔2～3min，重复测量时，袖带内压力必须下降到零后才能重新加压打气。

(5)血压计用完后关上水银槽开关，驱尽袖带内气体，整齐卷好放入盒内，以免折断玻璃管。【思考题】

（1）测量肱动脉血压，为何上臂中心部位应与心脏在同一水平? （2）测量血压时，为何不能将听诊器胸件放在袖带下面?

（3）可否不用听诊器，用触诊桡动脉脉搏的方法确定收缩压值?

实验23 人体心电图描记

【实验目的】 了解人体体表心电图的描记方法，导联的连结方式，掌握人体正常心电图波形及其生理意义。

【实验原理】 心脏每次收缩之前，都要首先经历一次电位波动(动作电位)。人体是一个容积导体，因此，心脏的电变化将通过周围组织传导到全身，理论上用引导电极置于肢体或躯体任一体表位置，均可引导出心电变化，这就是心电图。为了进行比较，我们规定了一定的部位进行记录(即不同的导联)。常用的有标准导联、加压单极肢体导联和单极胸导联。

标准导联：是最早使用的一种导联方式。导联I：右臂 ——左臂，左臂作为引导电极，右臂为参考电极；导联Ⅱ：右臂——左腿，左腿为引导电极，右臂为参考电极；导联Ⅲ：左臂——左腿，左腿为引导电极，左臂为参考电极。

加压单级肢体导联：把引导电极分别置于右臂、左臂、左腿，而把左、右两臂和左腿的三个电极连接在一起而形成一个相对的无关电极(参考电极)。引导电极置于右臂时，把参考电极与右臂的联系断掉，即aVR；引导电极置于左臂时，把参考电极与左臂的联系去掉即aVL；引导电极置于左腿时，把参考电极与左腿的联系去掉，即aVF；具体联系方式如下： 左臂 ＼

aVR 0——右臂 ／ 左腿 右臂 ＼

aVL 0——左臂 ／ 左腿 右臂 ＼

aVF 0——左腿 ／ 左臂

这样所测出的心电图形状不变，但其幅度可提高50%。

加压单极胸导联：利用加压单极肢体导联的参考电极，将引导电极置于胸壁上，以Vl～V6处作为引导电极。 V1 第四肋间隙胸骨右缘 V2 第四肋间隙胸骨左缘 V3 V2和V4的中点

V4 第五肋间隙与左锁骨中线相交处 V5 在V4水干与腋前线相交处 V6 在V4水平与腋中线相交处 【实验对象】 人。

【器材和药品】 心电图机、检查床、导电膏、分规、棉球、75%酒精。 【操作步骤和观察项目】

(1)受试者安静、舒适地平卧于检查床上。 (2)将心电图机地线接好，预热10min。

(3)安放电极：用75%酒精棉球擦净双侧腕关节屈侧皮肤、内踝上方皮肤；涂上导电膏，将引导电极与皮肤固定，固定方式是：红色——右手；黄色——左手；绿色——左足；黑色——右足；白色——胸导联。

(4)校正电压放大倍数：输入标准电压lmV，准确调整使描笔刚好移动10mm。 (5)描记心电图：用导联选择开关分别选择标准导联I、Ⅱ、Ⅲ，加压单极肢体导联aVR、aVL、aVF；胸导联Vl、V2、V3，、V4、V5、V6。每个导联记录10个波形左右。

(6)测量与分析：心电图纸上的方格横坐标表示时间，每小格0.04s，纵坐标表示电压，每小格0.1mV。仔细辨认P波、QRS波、T波，用分规测量各波幅值，以及P-R间期(P波起点至QRS波起点)，Q-T间期(QRS波起点到T波终点)。 【注意事项】

(1)室内温度适宜，受试者全身放松，避免深呼吸动作，防止肌电干扰。 (2)心电图机良好接地。 【思考题】

（1）为什么心电图见不到心房复极波? （2）有心电图是否一定有心肌收缩?

图5-19 单级胸导联电极位置图

Vl：胸骨右缘第4肋间处； V2：胸骨左缘第4肋间处；

V3：V2与V4两点连线的中点； V4：左锁骨中线第5肋间处； V5：左腋前线，同V4水平； V6：左腋中线，同V4水平

实验24 心血管活动的神经体液调节

【实验目的】 学习动脉血压的直接测量法，观察神经、体液因素对心脏和血管的调节作用。

【实验原理】 动脉血压是心脏和血管功能的综合指标。动脉血压可提供很多心脏和血管功能变化的信息。生理状态下，哺乳动物血压的相对稳定主要依赖于压力感受性反射。压力感受性反射的感受器主要位于颈动脉窦和主动脉弓，传入神经分别是窦神经和主动脉神经(兔的主动脉神经在颈部自成一束，颈部上方再并入迷走神经)，传向延髓的心血管中枢。通过调整心交感中枢、心迷走中枢和交感缩血管中枢的紧张性，从而改变传出神经心交感神经、心迷走神经、交感缩血管神经的传出冲动频率，调节心血管的活动，使血压相对稳定。任何能影响压力感受性反射弧的组成部分的刺激都能影响动脉血压。 心脏和血管的活动还受体液因素的调节，体液因素主要有肾上腺髓质分泌的肾上腺素(Ad)和去甲肾上腺素(NE)，Ad和NE对心脏和血管的作用既有共同点，又有不同点。相同之处在于都能兴奋心肌β1受体。不同之处在于对血管的作用，Ad既可和血管平滑肌上的α受体结合，也能和β2受体结合，因此对血管的效应以其受体数量来确定；NE主要和a受体结合，和β2受体结合的能力很差，因此无论该血管以何种受体为主，都表现对血管的收缩作用。由于Ad对外周阻力影响不大，因而静注时主要影响心脏，增加心输出量；而NE由于有广泛的血管收缩作用，静注时致外周阻力增大，血压升高，通过压力感受性反射而使心率减慢。 【实验对象】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械（见实验8）、动脉插管、动脉夹万能支架、保护电极、注射器(20ml、5m1、1ml)、干棉球、压力换能器、刺激输出线、三通管、3%戊巴比妥钠(或20%氨基甲酸乙酯)、肝素(8u/m1)、肾上腺素(1:10 000)、去甲肾上腺素(1:10 000)、乙酰胆碱(1:10 000)、生理盐水。 【操作步骤】

(1)动物麻醉、固定：动物称重，用3%戊巴比妥钠lml/kg或20%氨基甲酸乙醋5ml/kg，从耳缘静脉缓慢注入，观察动物的角膜反射、四肢肌张力、呼吸和疼痛反射，麻醉后背位固定于兔手术台上。 (2)颈部手术：

①在颈部从甲状软骨到胸骨上缘沿颈正中线剪毛。从甲状软骨沿颈正中线切开皮肤7～8cm，分离皮下组织。在气管两侧寻找颈总动脉、颈迷走神经干、交感神经、减压神经，分别分离2～3cm，穿线备用（图5-20）。

②插气管插管：在甲状软骨约3～4软骨环上作横切口再向头端作纵切口，使切口呈倒“T”字形，用干棉球止血，插入气管插管，用线结扎固定。 ③插入动脉插管：动脉插管与压力换能器的直管通过三通管相连，使压力换能器腔、动脉插管和大气相通，从压力换能器的侧管处三通管注入肝素溶液，排空气体，关闭此三通管。找到分离出来的左颈总动脉，下方穿两根备用线，用动脉夹夹住颈总动脉向心端，用一根线结扎离心端（尽量靠头端），用眼科剪在靠结扎处向心脏方向剪一斜切口，将充满肝素的动脉插管插进颈总动脉，并用线结扎固定，注意不要滑脱，缓慢打开动脉夹和通向压力换能器的三通管。根据波形大小调整增益和显速。

图5-20 兔颈部血管、神经毗邻关系

(3)可从1通道同步记录兔心电图。 (4)仪器调试：

①2通道信号选择“压力”。显示方式用连续示波。 ②刺激设置：单次、强度3V、波宽1ms、波间隔10ms。

血压稳定后开始记录，记录中进行刺激时应注意打上实验标记。 【观察项目】

(1)观察基础血压波形，如血压波形满意，可开始记录。一级波（心率波）频率与心率一致，幅度表示脉压差，二级波（呼吸波）与呼吸周期有关，三级波不易观察到，与中枢紧张性有关。 (2)牵拉颈总动脉：用手拉住连换能器一侧颈总动脉上方结扎线，向下牵拉(或用手指在下颌角处沿颈总动脉走行方向向头侧深处压迫颈动脉窦)，观察血压、心率的变化。

(3)夹闭颈总动脉：在未连换能器一侧颈总动脉下穿线，提起结扎线，使颈总动脉停止血流15s，观察血压、心率的变化。

(4)从耳缘静脉注射1:10000乙酰胆碱0.2ml，观察血压、心率的变化。 (5)注射儿茶酚胺类物质：

①从耳缘静脉注射1:10 000肾上腺素0.3ml。

②从耳缘静脉注射1:10 000去甲肾上腺素0.3ml，分别观察对血压、心率的影响。

(6)刺激减压神经

①开启刺激器(MS2000：按F5；MS4000：按F2)，先在肌肉上试验是否对肌肉有刺激。

②用保护电极勾住减压神经，启动刺激，观察对血压的影响。用两丝线分别结扎减压神经，在两结中间剪断减压神经，分别刺激中枢端和外周端，观察对血压的影响。

(7)刺激迷走神经，用保护电极勾住迷走神经，启动刺激，观察血压变化。用两丝线结扎迷走神经，在两结中间剪断迷走神经，分别刺激中枢端和外周端，观察对血压的影响。

(8)观察刺激交感神经对耳血管网密度的影响。 ①先观察比较两耳血管网。 ②结扎右侧交感神经，并在其下方剪断，比较两耳血管的扩张程度和血管网密度。 ③刺激交感神经外周端，观察右耳的血管扩张程度和血管网密度。 观察项目 血压 心率

基础血压

牵拉颈总动脉 夹闭颈总动脉

静注1:10000乙酰胆碱0.2ml 静注1:10000肾上腺素0.3ml

静注1:10000去甲肾上腺素0.3ml， 刺激减压神经外周端 刺激减压神经中枢端 刺激迷走神经外周端 【注意事项】

(1)麻醉时注射不宜过快。耳缘静脉穿刺从远端开始，密切注意动物呼吸。 (2)手术中注意止血。

(3)每项实验观察都要在血压相对稳定后，再进行下一项实验。 (4)动物注意保暖。

(5)如使用耳缘静脉保留针头进行静脉注射，每次静脉注射药物后，立即再注射0.5ml生理盐水，防止残留在导管中的药物影响下一次实验结果。 【思考题】

试分析刺激完整的减压神经、完整的迷走神经效应与刺激减压神经向中端、迷走神经外周端效应各有何意义?

实验25降压神经放电

【实验目的】 学习同步记录神经放电和动脉血压的方法。观察动脉血压变化与降压神经冲动发放频率的关系，加深理解降压反射的生理意义。

【实验原理】 降压反射是维持血压稳定的最重要反射。当血压升高或降低时，压力感受器的传入冲动也随之增多或减少，反射则相应增强或减弱。家兔主动脉弓压力感受器的传入神经在颈部自成一束，称为主动脉神经或降压神经。可单独引导其放电，本实验通过从降压神经引导的神经放电和动脉血压变化比较，加强对降压反射的理解。 【实验动物】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械（见实验8）、动脉插管、动脉夹、注射器(20ml、5ml、lml)、压力换能器、神经放电引导电极、万能支架、保护电极、3%戊巴比妥钠(或20%氨基甲酸乙酯)、肝素(8u/m1)、肾上腺素(1:10 000)、乙酰胆碱(1:10 000)、利血平、生理盐水。 【操作步骤】

(1)麻醉固定：动物称重，3%戊巴比妥钠lml/kg耳缘静脉注射(或20%氨基甲酸乙酯5m1/kg)，待动物麻醉后，仰卧固定于手术台上。 (2)手术操作：

①清理手术野，切开颈正中皮肤8cm，分离皮下组织。分离出气管、双侧颈总动脉、迷走神经、降压神经，各穿线备用。尽量将降压神经剥干净，不要附着血管或其他组织。

②插好气管插管。

③记录动脉血压：左侧颈总动脉插入动脉插管，固定(方法见实验25：心血管活动的神经体液调节)。④记录降压神经放电：用玻璃分针轻轻地把降压神经放到引导电极上，在电极和周围组织之间衬一片用石蜡油浸过的滤纸片，以防电极和周围的组织接触。注意神经不可用力牵拉，地线接在动物颈部皮肤切口处。

（3）仪器调试：

1通道信号选“神经放电”。也可选用“实验模块”中的“降压神经放电”。音箱输入线插入监听插孔。

图5-21 降压神经放电

上线：正常降压神经放电 下线：同步记录的动脉血压曲线

【观察项目】

(1)仔细听取降压神经放电类似火车开动的典型声音。

(2)参照实验24，牵拉颈总动脉离心端(或压迫颈动脉窦)，观察动脉血压和神经放电的变化。

(3)夹闭另一侧颈总动脉，观察血压和神经放电的变化。

(4)静脉注射1:10 000肾上腺素0.3ml，观察血压和神经放电的变化。 (5)静脉注射1:10 000乙酰胆碱0.3ml，观察血压和神经放电的变化。 (6)静脉注射利血平2mg，观察血压和神经放电的变化。 观察项目 血压变化 神经放电的变化 基础血压与神经放电 牵拉颈总动脉

夹闭一侧颈总动脉

静注1:10 000肾上腺素0.3ml 静注1:10 000乙酰胆碱0.3ml 静注利血平2mg 【注意事项】

(1)不要过分牵拉降压神经，注意保持神经湿润。 (2)注意神经和引导电极之间良好接触。 (3)仪器和动物良好接地。

(4)如果神经放电低，可将电极向外周端移动。

实验26传出神经系统药物对心血管活动的影响

【实验目的】 学习动脉血压的直接测量法，观察拟肾上腺素药，抗肾上腺素受体药及抗胆碱药对心脏和血管的影响，观察药物的药理作用和药物之间的拮抗作用。

【实验原理】 动脉血压是心脏和血管功能的综合指标。动脉血压可提供很多心脏和血管功能变化的信息。拟肾上腺素药，肾上腺素受体拮抗剂及M-受体阻断剂通过作用于心脏和血管的上的相关受体可改变心脏和血管的活动，表现为血压的变化。

【实验对象】 家兔。

【器材与药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械、动脉插管、动脉夹、气管插管、万能支架、保护电极、注射器(20ml、5m1)、丝线、3%戊巴比妥钠(或20%氨基甲酸乙酯)、肝素(8u／m1)、肾上腺素(0.02%)、去甲肾上腺素(0.02%)、异丙肾上腺素(0.02%)、普萘洛尔（0.1%），酚妥拉明（0.04%），乙酰胆碱(0.01%)，阿托品（0.02%），生理盐水。 【操作步骤】

(1)动物称重，用3%戊巴比妥钠lml／kg或20%氨基甲酸乙醋5ml／kg，从耳缘静脉缓慢注入，麻醉后背位固定于兔手术台上。在颈部从甲状软骨到胸骨上缘沿颈正中线剪毛。 (2)颈部手术：

①从甲状软骨沿颈正中线切开皮肤7～8cm，分离皮下组织。在气管两侧寻找颈总动脉、

颈迷走神经干、交感神经、减压神经，分别穿线备用。

②插气管插管：在甲状软骨约3～4软骨环上作横切口再向头端作纵切口，使切口呈倒“T”字形，用干棉球止血，插入气管插管，用线结扎固定。

③插入动脉插管：将压力换能器充满肝素溶液，排空气体，选择MS-2000/4000多媒体生物信号记录分析系统的2通道，信号选择压力，负荷为零时自动调零(调零时压力换能器的三通管打开，使压力腔与大气相通，即负荷为零)。用动脉夹夹住颈总动脉向心端，用线结扎离心端，用眼科剪朝向心端剪—斜切口，在压力换能器的侧管注入抗凝剂溶液，排尽空气，关闭三通，将直管的塑料管插进颈总动脉结扎固定，注意不要滑脱，打开动脉夹和通向压力换能器的三通管。根据波形大小调整增益和显速。

(3)可从1通道同步记录兔心电图。

(4)仪器调试：（参见实验25心血管活动的神经体液调节） 【观察项目】

(1)观察基础血压波形，如血压波形满意，可开始记录(一级波与心率波一致，频率表示心率，幅度表示脉压差；二级波与呼吸周期有关，三级波不易观察到，与中枢紧张性有关)。 （2）给药后结果记录 注射药物的种类和顺序 血压的变化 心率的变化 肾上腺素((0.02%)0.5ml/Kg 去甲肾上腺素((0.02%) 0.5ml/Kg 异丙肾上腺素((0.02%) 0.5ml/Kg 普萘洛尔（0.1%）0.5ml/Kg后肾上腺素 (0.02%)0.5ml/Kg

普萘洛尔（0.1%）0.5ml/Kg后去甲肾上腺素 (0.02%) 0.5ml/Kg

普萘洛尔（0.1%）0.5ml/Kg后异丙肾上腺素 (0.02%) 0.5ml/Kg

酚妥拉明（0.04%）后肾上腺素(0.02%)0.5ml/Kg 酚妥拉明（0.04%）后去甲肾上腺素(0.02%) 0.5ml/Kg

酚妥拉明（0.04%）后异丙肾上腺素0.02%) 0.5ml/Kg

乙酰胆碱(0.01%)0.5 ml/Kg 阿托品（0.02%）后刺激迷走神经 【注意事项】

(1)麻醉时注射不宜过快。耳缘静脉穿刺从远端开始，密切注意动物呼吸。 (2)手术中注意止血。

(3)每项实验观察都要在血压相对稳定后，再进行下一项实验。 (4)动物注意保暖。

(5)如使用耳缘静脉保留针头进行静脉注射，每次静脉注射药物后，立即再注射0.5ml生理盐水，防止残留在导管中的药物影响下一次实验结果。 【思考题】

给予受体阻断剂后再给激动剂血压的变化为什么与只给激动剂时不同？

四、呼 吸

实验27呼吸运动的调节和胸内负压的测定

【实验目的】 学习呼吸运动的描记和胸内负压的测定方法，观察各种因素对呼吸运动的影响。

【实验原理】 正常的节律性呼吸运动，是在呼吸中枢的控制下进行的。每个呼吸周期中，肺内压都会发生周期性的波动。因此，可以用肺内压作为呼吸运动观察指标。平静呼吸时，胸膜腔内的压力也发生周期性的变化，但始终低于大气压，称为胸内负压。可用水检压计进行直接测定。 【实验动物】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械（见实验8）、注射器(20ml、5m1)、50cm长橡皮管、保护电极、水检压计、压力换能器（MS4000：也可用呼吸流量换能器）、刺激输出线、生理盐水、20%氨基甲酸乙酯溶液(或3%戊巴比妥钠)、3%乳酸、装入球胆的C02。 【操作步骤】

(1)麻醉固定：动物称重，用20%氨基甲酸乙酯5ml/kg耳缘静脉注射(或3%戊巴比妥钠lml/kg)，麻醉后背位固定在手术台上。 (2)手术操作：

①清理手术野，沿颈部正中线切开皮肤5～6cm，分离皮下组织，分离气管，插入气管插管，结扎固定。将压力换能器用橡皮管（约5cm）连于气管插管，适当封闭气管插管的另一开口。若为呼吸流量换能器，不用封闭气管插管。 ②分离双侧迷走神经，穿线备用。 (3)仪器调试：

①打开生物信号记录分析系统。

②输入信号的选择：“信号输入”→“通道1” →“压力”。 ③根据信号图形适当调整放大倍数、扫描速度。

④刺激设置：连续单刺激，强度3mV，波宽1ms，波间隔10ms。 【观察项目】

(1)观察呼吸运动曲线。 (2)缺氧：将气管插管的侧管通过一个钠石灰瓶，该瓶与有一定空气的球胆相连，使动物呼吸球胆中的空气，呼吸一段时间，球胆中的氧气明显减少(但C02含量未增多)，观察呼吸的变化。

(3)增加吸入C02浓度：将装有C02的球胆管口插入气管插管的侧管，打开球胆管的夹子，使一部分C02随着吸气进入气管。

(4)增大无效腔：将50cm长的橡皮管接在气管插管的一侧，动物通过此橡皮管进行呼吸。呼吸发生明显变化后，去掉长橡皮管。

(5)血液pH下降：由耳缘静脉快速注入3%乳酸0.3ml，观察呼吸运动的变化。 (6)迷走神经在呼吸运动中的作用：双结扎双侧迷走神经，先切断一侧迷走神经，观察呼吸运动变化，再切断另一侧，观察呼吸运动的变化；然后刺激一侧迷走神经的向中端，观察呼吸运动的变化。

(7)将水检压计穿刺针头从左侧锁骨中线第3或第4肋间隙沿肋骨上缘刺入胸膜腔，观察胸内压的大小及随呼吸运动而变化的情况。 (8)注射尼可刹米50mg，观察呼吸变化。 观察项目 呼吸频率 呼吸幅度 基础呼吸运动曲线 夹闭窒息 缺氧

增加吸入气C02浓度 增大无效腔

静注3%乳酸0.3ml 切断单侧迷走神经 切断双侧迷走神经 静注尼可刹米50mg 【注意事项】

(1)插气管插管时注意止血，并注意清理气管内的血液和分泌物。

(2)刺激迷走神经时，应先在肌肉上检查刺激输出的大小，调整刺激强度。太小不出现效应；太大则易引起动物躁动。

(3)静脉注射乳酸时，注意不要将乳酸漏于血管外刺激动物引起躁动。 (4)吸入C02时，应缓慢放开装C02球胆的夹子，以免CO2浓度增加过快。

(5)记录胸内负压时，切口不宜过大，动作应迅速，以免空气漏入胸膜腔过多。不要插得过深过猛，以免刺穿肺组织，形成气胸和出血过多。

(6)每项观察前应有正常呼吸曲线作为对照。每项观察时间不宜过长，出现效应后立即停止。

(7)气管插管的通气状态在全过程中不得变动，以免影响实验结果分析。 【思考题】

（1）平静呼吸时，胸内压为何始终低于大气压? （2）气胸时，胸内压如何变化?

实验28膈神经放电(膈肌放电)

【实验目的】 同步记录呼吸运动和膈神经放电，比较二者之间的关系，加深对呼吸节律来源的认识。

【实验原理】 正常的节律性呼吸运动来自呼吸中枢。呼吸中枢的活动通过传出神经膈神经和肋间神经引起膈肌和肋间肌的收缩。用引导电极引导膈神经动作电位发放(放电)(或记录膈肌放电)，都可作为呼吸运动的指标。 【实验动物】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类手术器械（见实验8）、神经放电引导电极、万能支架、注射器(20ml、5m1)、20%氨基甲酸乙酯(或3%戊巴比妥钠)、生理盐水、装入球胆的C02、尼可刹米。 【操作步骤】

(1)麻醉固定：称重，用20%氨基甲酸乙酯5ml/kg或3%戊巴比妥钠lml/kg耳缘静脉注射麻醉，麻醉后背位固定于手术台上。 (2)手术操作：

①在颈部剪毛，沿颈正中线切开皮肤5～6cm，分离皮下组织，插好气管插管。分离出两侧迷走神经，穿线备用。 ②分离膈神经：在一侧颈部的胸锁乳突肌和颈外静脉之间向深处分离直到脊柱肌，可见脊柱外侧粗大横行的臂丛神经，在颈椎旁的肌肉上可见一细的垂直下行的神经分支，在较粗大的臂丛神经的内侧横过并与之交叉，与气管平行进入胸腔。用玻璃分针将膈神经分离约2cm，穿线备用。 (3)仪器调试：

将膈神经放置于悬空的引导电极上，输入1通道，将颈部一侧皮肤接地。 1通道选“神经放电”。音箱输入线插入监听插孔。 ①打开生物信号记录分析系统。

②输入信号的选择：“信号输入”→“通道1或者其他通道”“实验项目：神经放电”。

③根据信号图形适当调整放大倍数、扫描速度。 【观察项目】

(1)观察膈神经放电与呼吸运动的关系。注意放电的群集性、放电频率和持续时间、放电的时间与吸气相的时间关系。仔细听取膈神经放电的典型声音。 (2)静脉注射尼可刹米lml(50mg)，观察膈神经放电和呼吸运动的关系。 (3)可将“呼吸运动的调节”实验中的项目逐一进行观察。 【注意事项】

(1)分离膈神经动作要轻柔，不能损伤神经，分离要干净。

(2)引导电极尽量放在膈神经外周端，以便信号不好时向中枢端移动。 (3)若膈神经记录不成功，可改记录膈肌放电。用两个注射针头沿肋缘刺入膈肌，注意不要穿透刺破肺脏。用生物电引导线引导膈肌放电。（打开生物信号记录分析系统后，通道选择的实验项目为：“肌电”，其余操作如膈神经放电。） 【思考题】

膈神经和迷走神经在呼吸运动的调节中各有何作用?

图5-22 膈神经放电

上线：正常膈神经放电 下线：同步记录呼吸曲线

五、消 化

实验29 消化道平滑肌的生理特性

【实验目的】 利用哺乳类动物离体小肠进行灌流，观察小肠平滑肌的一般生理特性以及内环境变化对收缩的影响。 【实验原理】 离体小肠如能置于相当于其内环境的灌流液中(哺乳类动物离体小肠采用台氏液)，仍能在一段时间内保持正常功能。可观察到小肠平滑肌的自律性收缩。当内环境变化时，这种收缩的形式和程度都会发生变化。 【实验动物】 家兔。 【器材和药品】 恒温平滑肌槽(或麦氏浴槽)、张力换能器、万能支架、螺旋夹、双凹夹、台氏液、无钙台氏液、O2球囊、肾上腺素(0.01%)、乙酰胆碱(0.01%)、阿托品、普萘洛尔、1mol/l NaOH、1mol/L HCl。 【操作步骤】

(1)准备恒温平滑肌槽：恒温平滑肌槽的主要部分是一个允许台氏液循环的一个带有侧管的玻璃管。该玻璃管置于恒温水浴中。水浴内温度恒定在38～39℃之间。用充满O2的球囊，经胶管缓慢地向浴槽底部通02。

(2)制备离体小肠标本：用木槌猛击兔头枕部，使其昏迷，打开腹腔，在胃与十二指肠交界处用线结扎，将与肠管相连的肠系膜沿肠缘剪去，在近胃侧剪断肠管，向下取出约20cm长的肠管。把离体肠管在4℃左右的台氏液中洗净，用注射器抽取台氏液冲洗肠腔，然后将肠管剪成2～3cm的小段，浸泡于4℃台氏液中备用。

(3)取一段制备好的肠段，两端用线结扎，一端系于浴槽内玻璃管的标本固定钩上，另一端系于张力换能器上，适当调节万能支架的高度，使肠段勿过紧或过松。注意勿与周围管壁接触。

(4)仪器调试：将张力换能器输入端插入生物信号记录分析系统。信号输入选肌张力，调节灵敏度，以能记出自动收缩曲线为好。 【观察项目】

(1)记录小肠平滑肌的自动收缩曲线。注意观察收缩的频率和收缩的幅度。 (2)在槽内加入0.01%肾上腺素1～2滴，观察小肠收缩有何变化。待作用出现后，立即用新鲜38℃台氏液冲洗，使小肠收缩恢复正常。

(3)加入0.01%乙酰胆碱1～2滴，作用出现后，迅速按上法冲洗。

(4)先加入0.01%阿托品2～4滴，2min后，再加入0.01%乙酰胆碱1～2滴，观察小肠活动情况，并与上一项进行比较。作用出现后立即进行冲洗。

(5)先加入普萘洛尔lmg，2min后，加0.01%肾上腺素1～2滴，观察小肠活动情况，并与第2项进行比较。迅速冲洗直至小肠运动恢复正常。

(6)加入1mol//L NaOH 2～3滴，观察小肠收缩情况，出现变化后立即冲洗使其恢复正常。

(7)加入1mol/L HCl 2～3滴，观察小肠收缩变化，冲洗肠段，使其恢复正常。 (8)用无钙台氏液冲洗小肠(尽量充分冲洗)，观察小肠收缩。

(9)用0.01%乙酰胆碱2～3滴滴入，观察小肠运动变化。如仍无变化，再用含钙台氏液冲洗，直至收缩恢复。

(10)再次加入0.01%乙酰胆碱，观察收缩是否加强。

(11)降低麦氏浴槽水浴温度至25℃，观察小肠收缩情况，再将温度升至38℃，观察小肠收缩情况。 【注意事项】

(1)兔先禁食一段时间，实验前1小时饲喂青菜，肠运动情况较好。

(2)每次加药液之前，准备好38℃的新鲜台氏液，效果出现后，立即进行充分冲洗。每次实验记录时，台氏液的液面须保持一致。

(3)上述加药量系参考值，可根据玻璃槽内台氏液的多少以及肠管的兴奋性变化而增减。

(4)通O2速度不宜太快，以看到单个气泡陆续出现为宜。不要因为O2的进入影响小肠运动的记录。 【思考题】

(1)离体小肠的运动和离体蛙心的收缩对环境所需条件有何不同? (2)Ca2+在小肠收缩中有何作用?

实验30胃肠运动的观察

【实验目的】 通过描记兔在体胃内压力的测定，了解胃的运动情况及其调节机制；同时可在胃肠表面滴加化学物质，以观察对胃肠运动的影响。

【实验原理】 胃肠平滑肌都有自动节律性。当其发生自发运动时可以出现胃肠压力的变化。可以以胃内压力为指标，观察胃的运动情况。在整体情况下，胃肠运动接受自主神经系统的控制和体液因素的影响。 【实验动物】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械（见实验8）、刺激输出线、保护电极、压力换能器、带气囊的导尿管、注射器(20ml、5m1)、滴管、20%氨基甲酸乙酯(或3%戊巴比妥钠)、0.01%乙酰胆碱、0.01%肾上腺素、阿托品、生理盐水。

【操作步骤】 (1)称重、麻醉、固定：用3%戊巴比妥钠按lml/kg（或20%氨基甲酸乙酯5ml/kg）耳缘静脉注射麻醉，背位固定。

(2)颈部手术：插好气管插管，分离出左侧迷走神经，穿线备用。

图5-23 离体肠段灌流装置

(3)描记胃运动：将前端缚有小气囊的导尿管由口腔经食管插入胃内，随时注意兔呼吸变化，防止插入气管，一般插入约20cm即进胃内。将导尿管的另一端放入水中，没有气泡发生，家兔呼吸平稳，表示未误入气管。用三通管向气囊内打

入气体，使囊内压力上升到7～8mmHg，用压力换能器将气囊内压力输入生物信号记录分析系统。 (4)仪器调试：

①打开生物信号记录分析系统。

②输入信号的选择:“信号输入”→“通道1或者其他通道”“实验项目：压力”。

③根据信号图形适当调整放大倍数、扫描速度。

④刺激设置：连续串刺激、延时0ms、强度2.0V、波宽20ms、波间隔10ms、串长1个。

【观察项目】

(1)观察基础状态下胃运动波形。

(2)电刺激左侧迷走神经离中端，观察胃运动变化。

(3)耳缘静脉注射0.01%乙酰胆碱0.5ml，观察胃运动的变化。 (4)耳缘静脉注射0.01%肾上腺素0.3ml，观察胃运动变化。

(5)先静脉注射0.5～1.0mg阿托品，观察胃运动变化。再重复观察项目的(2)项和(3)项，观察结果有何不同。

(6)针刺家兔胫前结节下1cm处(相当于人的“足三里”位置)，轻度捻转，观察胃运动的变化。

(7)沿腹正中线切开皮肤，分离皮下组织，沿腹白线打开腹腔，充分暴露胃肠，直接观察胃和小肠的运动。注意胃的形状，紧张度，有无运动；小肠的运动形式，有无分节运动、蠕动。

(8)电刺激迷走神经离中端，观察胃和小肠运动的变化。

(9)直接在胃和小肠表面滴加0.01%乙酰胆碱，观察其运动变化。 (10)直接在胃和小肠表面滴加0.01%肾上腺素，观察胃肠运动变化。 (11)先静注阿托品0.5mg，再刺激迷走神经离中端、观察胃肠运动变化。 【注意事项】

(1)麻醉宜浅，随时用温热生理盐水保持胃肠表面湿润。

(2)每进行一项实验后，应等待胃运动基本恢复稳定，再进行下一项观察。 【思考题】

使用阿托品前后，刺激迷走神经离中端和注射乙酰胆碱的胃运动变化有何不同?机理为何?

实验31胆汁分泌的调节

【实验目的】 学习记录胆汁分泌量的方法，观察迷走神经和体液因素对胆汁分泌的影响。

【实验原理】 胆汁是由肝细胞分泌的。在非消化期，肝胆汁流入胆囊储存。消化期，肝胆汁直接进入十二指肠，同时胆囊胆汁也由于胆囊平滑肌的收缩而进入十二指肠。如用塑料引流管直接插入胆总管，可将进入十二指肠的肝胆汁和胆囊胆汁进行计量。从而观察神经体液因素对胆汁分泌和排出的影响。 【实验动物】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械（见实验8）、记滴器、刺激输出线、保护电极、注射器(20ml、5ml、lml)、细塑料管、烧杯、生理盐水、3%戊巴比妥钠(或20%氨基甲酸乙酯)、促胰液素(自制)、胆盐、0.01%乙酰胆碱。 【操作步骤】

(1)称重、麻醉、固定：用3%戊巴比妥钠lml/kg（或20%氨基甲酸乙酯5ml/kg）施行耳缘静脉麻醉，背位固定于手术台上。

(2)颈部手术：沿颈正中线切开皮肤，分离皮下组织，插好气管插管，分离出左侧迷走神经，穿线备用。

(3)胆汁引流：沿剑突下腹正中线切开腹部皮肤，分离皮下组织，沿腹白线打开腹腔。沿胃幽门端找到十二指肠，在十二指肠背面可见一黄绿色较粗的肌性胆总管。仔细分离，避免出血，在胆总管下穿线备用。在靠近十二指肠端的胆总管处剪一斜切口，插入塑料管，用线结扎固定。插入塑料管后，立即可见绿色胆汁顺管流出。如果没有胆汁流出，则可能插到夹层，需取出重插。注意塑料管不要扭曲，应与胆总管相平行。将胆汁引流管插进记滴器。 (4)仪器调试：

①打开生物信号记录分析系统，将记滴器输入端插入生物信号记录分析系统，记滴器输出线与记滴装置连接并置于尿滴位置。 ②设置弹出活动窗口“记滴趋势图参数设置”。

④刺激设置：连续单刺激、延时10ms、强度2V、波宽1ms、波间隔10ms。 【观察项目】

(1)观察正常胆汁分泌数量（滴/min）。

(2)电刺激右侧迷走神经，观察胆汁分泌速度有何变化?

(3)静脉注射用生理盐水稀释一倍的胆汁5ml，观察胆汁分泌速度有何变化? (4)静脉注射0.01%乙酰胆碱0.5ml，观察胆汁分泌速度有何变化? (5)静脉注射自制促胰液素4～6ml，观察胆汁分泌速度有何变化? 【注意事项】

(1)手术操作轻柔，手术中注意止血。

(2)打开腹腔后用温热生理盐水纱布覆盖切口，并随时更换，以保持温度和湿润。 (3)自制促胰液素的方法，两端双结扎兔的十二指肠后取下十二指肠，将肠腔冲洗干净，重新扎好，注入0.5%HCl 50ml。放置2小时，纵向剪开肠壁，平铺在桌面上，刮下粘膜，并置研钵中研磨。将研成的组织匀浆倒入烧杯中，加10% NaOH中和至中性，并用滤纸过滤，滤液中即含有促胰液素，置冰箱中保存备用。 【思考题】

刺激迷走神经离中端可通过哪些机制影响胆汁的分泌?

六、泌 尿

实验32 尿生成的影响因素

【实验目的】 学习记录尿量的方法，观察神经体液因素对尿生成的影响。 【实验原理】 尿的生成是持续不断的。尿的生成包括肾小球的滤过，肾小管和集合管的重吸收、分泌和排泄等过程。肾小球的滤过作用受滤过膜的通透性、肾小球有效滤过压和肾小球血浆流量等因素的影响。肾小球和集合管重吸收受小管液溶质浓度和血液中血管升压素及肾素-血管紧张素-醛固酮系统等因素的影响。凡能影响上述各种因素者，均可影响尿的生成。 【实验对象】 家兔。

【器材和药品】 兔手术台、哺乳类动物手术器械、刺激输出线、动脉夹、动脉插管、酒精灯、试管夹、试管、输尿管插管、输液装置、记滴器、保护电极、注射器(2ml、20m1)、3%戊巴比妥钠(或20%氨基甲酸乙酯)、生理盐水、0.01%去甲肾上腺素、速尿、垂体后叶素、25%葡萄糖、斑氏试剂。 【操作步骤】

(1)麻醉固定：3%戊巴比妥钠lml/kg(或20%氨基甲酸乙酯5ml/kg)耳缘静脉注射。背位固定。在耳缘静脉用输液瓶缓慢输液(或用注射器通过三通管将头皮输液针插入耳缘静脉)，用动脉夹将头皮输液针固定在耳朵上。

(2)沿颈正中切开皮肤，分离皮下组织，插入气管插管。分离出双侧颈总动脉和迷走神经，穿线备用。

(3)将左颈总动脉接上压力换能器，输入1通道以记录血压。 (4)在耻骨联合上方，沿正中线作4cm的皮肤切口，沿腹白线剪开腹壁及腹膜(注意勿伤及腹腔脏器)，找到膀胱翻出体外，在膀胱底部辨认出左、右侧输尿管，钝性剥离、穿线，在靠近膀胱处将输尿管结扎，此时，输尿管将由于尿液不能顺利流到膀胱而充盈，用眼科剪剪一斜口，将塑料管插进输尿管，用线结扎固定。插管的另一端接至记滴器，记滴器进入2通道。 (5)仪器调试：

①打开生物信号记录分析系统。

②输入信号的选择:“信号输入”→通道1选“压力”，通道2选“计数”。 ③刺激设置：连续单刺激、强度3V、波宽1ms、波间隔10ms。 【观察项目】

(1)记录基础尿量和血压。

(2)静脉快速注入37℃生理盐水20ml，观察记录血压、尿量的改变。

(3)电刺激右侧迷走神经离中端5～10s左右，使动脉血压下降至50mmHg，观察血压和尿量的变化。

(4)静脉注射25%葡萄糖液5ml，观察血压和尿量的变化，注射前和注射后分别作尿糖定性实验。

(5)静脉注射0.01％去甲肾上腺素0.5ml，观察血压和尿量的变化。 (6)静脉注射速尿0.5ml(5mg/kg)观察血压和尿量变化。

(7)将输液瓶内液体减至10ml，加入5u垂体后叶素，缓慢滴注(8滴/min)，如血压升高则减慢速度，在血压不升高的前提下，观察尿量和血压的变化。

(8)分离一侧股动脉，插管放血，使动脉血压迅速下降，观察此时尿量随血压的变化。

(9)从输液瓶重输入37℃生理盐水以补充循环血量，观察动脉血压与尿量的变化情况。

观察项目 血压变化 尿量变化（滴/分） 基础尿量 尿糖定性（ ）

静脉快速注入37℃生理盐水20ml， 刺激右侧迷走神经离中端

静注25%葡萄糖液5ml 尿糖定性（ ） 静注0.01％去甲肾上腺素0.5ml 速尿0.5ml(5mg/kg) 静注垂体后叶素5u 股动脉放血20ml 静脉输液20ml 【注意事项】

(1)实验前给家兔多喂青菜，或灌水40～50ml，以增加基础尿量。 (2)手术轻柔，不要过度牵拉输尿管。

(3)插输尿管时，注意不要插入夹层，避免损伤组织造成出血。插管不要扭曲。

(4)每项实验观察都应有对照数据和记录，原则上是前一项观察项目的尿量变化恢复正常后再观察后一项。

(5)尿糖定性的方法是：试管内加斑氏试剂lml，再加尿液2滴，在酒精灯上加热煮沸，加热时应注意振荡试管，防止液体溢出，若溶液由蓝色透明转为混浊的绿色、黄色和红色，则表示尿糖实验阳性，分别用(+)(++)(+++)表示，若溶液为蓝色，则为阴性，用(-)表示。(葡萄糖具有还原性，可将斑氏试剂的Cu2+还原成Cu+)

【思考题】

试设计一种理想的利尿剂，它可在哪些环节发挥作用从而具有强大的利尿功能?

七、神 经

实验33 反射弧的分析

【实验目的】 了解反射弧的组成；反射弧结构的完整与完成反射活动的关系。 【实验原理】 神经系统是机体最主要的调节系统，神经调节的基本方式是反射，反射的结构基础是反射弧。反射弧包括五个部分，即感受器、传入神经、反射中枢、传出神经、效应器。反射弧的任一部分发生障碍或受到破坏，反射活动便不能完成。

【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材及药品】 蛙类手术器械、铁支架、双凹夹、烧杯、刺激电极、滤纸片、棉球、0.5% H2SO4。

【操作步骤】 破坏脑组织、制备脊蛙：可用金属探针刺入枕骨大孔，转向上捣毁脑组织，也可用粗剪刀横向伸入口腔，从鼓膜后缘处剪去颅脑部，保留下颌部分，用干棉花压迫创口止血，然后用夹子夹住下颌，悬挂在铁支架上。

打开多媒体生物信号记录系统，刺激设置：连续单刺激、强度1V、波宽1ms、波间隔10ms。 【观察项目】

(1)用培养皿盛0.5% H2S04少许，将蛙左侧后肢脚趾尖浸入硫酸溶液中，观察该侧后肢是否屈曲，随后用烧杯盛的清水清洗足部，将硫酸洗掉。

(2)在该后肢的踝关节上方作环状切口，将脚趾的皮肤剥掉，重复(1)的做法，观察该后肢是否发生屈曲。

(3)在右侧后肢重复项目(1)的观察，该侧后肢出现屈曲。

(4)在该侧大腿背面纵向剪开皮肤，用玻璃分针在股二头肌和半膜肌之间分离出坐骨神经干，在神经干上穿线打两个结，在二个结中间剪断神经。重复项目(1)的观察，观察后肢屈曲是否出现。

(5)将浸湿0.5% H2SO4的滤纸片贴在蛙的腹部，观察有否搔爬反射出现。 (6)用金属探针捣毁脊髓，重复项目(5)，观察有否搔爬反射出现。 (7)用电刺激坐骨神经的外周端和中枢端，观察下肢的屈曲是否出现? (8)用电刺激腓肠肌，观察肌肉是否收缩? 【注意事项】

浸入H2SO4面积不要太大，出现效应及时洗去。 【思考题】

试述各项实验结果的机理。

实验34 脊髓反射

【实验目的】 了解脊髓反射的特征

【实验原理】 脊髓是中枢神经系统的低级部位，以脊髓为反射中枢的反射称为脊髓反射。从刺激感受器开始，到反射出现所需的时间称为反射时。反射时的长短决定于反射中枢参与的突触数量的多少，参与反射的中枢神经元越多，反射时越长。脊髓反射还有总和、后放、扩散和抑制等特征。 【实验对象】 蟾蜍(或蛙)。

【器材和药品】 蛙类手术器械、血管钳一把、铁支架、双凹夹、刺激电极二个、烧杯、滤纸、秒表、0.5%H2S04。

【操作步骤】 参照实验35破坏蛙脑部，保留脊髓，然后夹住蛙下颌悬挂于铁支架上。

【观察项目】

(1)测定反射时：用培养皿盛少量的0.5%H2SO4，将蛙的任一后肢的脚趾尖浸入H2SO4，立即按下秒表，记录从脚趾浸入H2S04到下肢屈曲所需的时间，此即反射时。出现下肢屈曲后立即洗去H2S04。连续重复三次，三次的平均值为反射时。 (2)总和效应的观察； ①时间总和：打开多媒体生物信号记录分析系统。调整刺激器，设置成单个刺激，波宽1ms，强度待调。将刺激强度逐渐增大，用刺激电极刺激后肢皮肤，使之出现肢体屈曲，即找到阈刺激。然后下调刺激强度，即用阈下刺激刺激蛙皮肤，下肢不再发生屈曲。若此时将刺激器设置成连续刺激，逐渐缩小波间隔。观察是否出现肢体屈曲。 ②空间总和：利用上面找到的阈下刺激，利用二台生物信号记录分析系统的刺激输出，当分别刺激同一后肢的皮肤时，肢体不出现屈曲，若二个刺激同时刺激相邻的皮肤，观察肢体有无屈曲?

(3)后放效应的观察：用适当的连续刺激(阈上刺激)刺激后肢皮肤，使后肢出现屈曲，然后停止刺激，观察反射活动是否也立即停止?如不停止，用秒表记录刺激停止时到屈曲反射停止时的时间(后放)，若后放不出现，加大刺激强度，直到出现后放，继续加大刺激强度，比较不同的刺激强度对后放的影响。 (4)扩散效应的观察：

①以弱的电刺激连续刺激前肢皮肤，观察其出现运动的肢体范围。逐渐增大刺激强度，观察肢体参加运动的范围有否扩大。

②用浸有0.5%H2S04的滤纸片贴在蛙腹部皮肤上，观察蛙肢向此处搔爬，直到除掉滤纸片为止。

(5)抑制效应的观察：测定一次反射时，然后用血管钳夹住一侧前肢，使动物安静后，重复测试反射时，比较夹住前肢后，反射时有无延长。

【注意事项】 测定反射时，每次浸入H2S04的足趾范围应该相同，测定完应及时洗去H2S04，并用纱布擦干。 【思考题】

试分析以上影响脊髓反射的因素的发生原理。

实验35 大脑皮层运动区功能定位

【实验目的】 通过电刺激大脑皮层运动区的不同区域，观察所引起的不同肢体的运动，从而了解大脑皮层运动区的功能定位特点。

【实验原理】 大脑皮层是躯体运动的最高级中枢，大脑皮层运动区对躯体运动的调节有明确的功能定位。其对运动的控制有以下几个特点：①交叉性支配，即一侧运动区支配对侧躯体运动。②倒置支配，支配下肢的肌肉运动位于运动区的

上部。③代表区的大小与肌肉运动的精细程度有关。④刺激皮层运动区而引起的肌肉运动为少数或个别肌肉的收缩，不产生肌群的协调运动。 【实验对象】 家兔。

【器材和药品】 哺乳类动物手术器械、咬骨钳、颅骨钻、骨蜡或止血海绵、石蜡油、皮层刺激电极、纱布、2.5%戊巴比妥钠(或20%氨基甲酸乙酯)、生理盐水。 【操作步骤】

(1)称重、麻醉、固定：该实验要求浅麻醉，用2.5%戊巴比妥钠lml/kg或20%氨基甲酸乙酯3.3ml/kg，耳缘静脉注射麻醉。 (2)开颅手术：

①开颅手术前先进行气管插管。

②动物俯卧固定，剪去头顶部毛，沿颅正中线切开皮肤并用刀柄剥离肌肉，推开骨膜，辨认矢状缝、冠状缝和人字缝。用骨钻在矢状缝外、冠状缝后的颅骨上钻孔(图3-20)注意勿损伤硬脑膜，出血时可用骨蜡止血。用咬骨钳扩大伤口，将手术刀柄伸入矢状缝下使矢状窦与骨板分离。继续向对侧扩大开口，使两大脑半球大部分暴露(为防止矢状窦破裂出血，也可在矢状缝两侧分别暴露两侧大脑半球)。用小镊子夹起硬脑膜，仔细剪去，暴露脑组织，在脑表面滴上少许：生理盐水，以防皮层干燥。手术结束后放开动物四肢，以便观察动物躯体运动反应。

图5-24 兔颅骨表面标志示意图

(3)仪器调试：

①打开生物信号记录分析系统⑼

②刺激设置：连续串刺激、强度2V、波宽0.5ms、波间隔lOms、串长1。

无关电极固定在头皮下，另一电极垂直放置于皮层表面，每次刺激持续1～5s，每次刺激后应休息1min。 【观察项目】

(1)将刺激电极接触到皮层表面，由内到外，由上到下，每隔0.5mm刺激一次，每次刺激时记录肌肉运动反应部位。

(2)将刺激引起的运动反应，标记在事先画好大脑半球的示意图上。 【注意事项】

(1)动物麻醉不宜过深。

(2)术中注意止血，注意保持大脑皮层的湿润。

(3)刺激大脑皮层引起的肌肉收缩，潜伏期较长，每次刺激后应稍等几秒钟，才能确定有无反应。

(4)若无反应，可适当调整刺激参数(增加强度、波宽、刺激时间)。

(5)可选用双极刺激直接刺激脑组织，刺激的间距要小，但不要短路。 【思考题】

根据实验结果，归纳大脑皮层运动区对躯体运动的支配有哪些特点?

实验36去大脑僵直

【实验目的】 通过在中脑上、下丘之间横断脑干，动物出现去大脑僵直现象，了解中枢神经系统对肌紧张的调节作用。

【实验原理】 中枢神经系统的各级水平都对肌紧张有易化和抑制作用。通过对肌紧张的调节，保持骨骼肌一定的紧张度，维持机体的正常姿势。若在动物中脑上、下丘之间切断脑干，由于切断了上位中枢(大脑皮层运动区和纹状体等)和脑干网状结构的联系，造成脑干网状结构抑制区活动减弱而易化区的活动相对增强，动物表现为四肢伸直、头昂尾翘、脊柱挺直等伸肌紧张的去大脑僵直现象。 【实验对象】 家兔。

【器材和药品】 哺乳类动物手术器械、咬骨钳、颅骨钻、竹刀、骨蜡或止血海绵、20%氨基甲酸乙酯、生理盐水。 【操作步骤】

(1)称重、麻醉：由兔耳缘静脉按3.3ml/kg缓慢注射20%氨基甲酸乙酯。

(2)背位固定，插好气管插管。找出两侧颈总动脉，分别穿线结扎，以免脑部手术时出血过多。

(3)再将兔改为俯卧位，剪去头顶部的毛，沿正中线将头皮纵行切开用手术刀柄向两侧剥离肌肉和骨膜。用颅骨钻在顶骨两侧离正中线lcm各钻一孔，用咬骨钳将孔扩大，直至两侧大脑半球后缘暴露，若有出血及时用骨蜡止血。

(4)一手将动物的头固定，一手用薄而钝的刀形竹片从大脑半球后缘轻轻翻开大脑半球枕叶，即可见到四叠体(上丘较粗大，下丘较小)。在上、下丘之间略向前倾斜以竹刀向颅底横切，切时向两边拨动，将脑干完全切断。为避免切断时出血过多，可用拇指和食指在第一颈椎横突后缘压迫椎动脉数分钟。 【观察项目】

(1)使兔侧卧，几分钟后观察动物躯体、四肢、颈部肌肉的肌紧张增强现象。 (2)使动物出现僵直现象后，于中脑下丘后方再次切断脑干，观察肌紧张变化。 【注意事项】

(1)该实验可利用前一实验动物。

(2)若不是利用其他实验所余动物，可采用乙醚麻醉。乙醚易使呼吸道分泌物增多，应及时插气管插管，插好气管插管后再将气管插管和盛有乙醚的麻醉瓶相连，维持一定的麻醉深度，再找出两侧颈总动脉，穿线以备结扎。 (3)暴露大脑时，在接近头骨中线和枕骨时，要特别注意防止伤及矢状窦和横窦，以免大量出血。

(4)切断脑干的定位要准确，若切断部位过高，不出现大脑僵直现象，可稍向尾侧再切一刀。若切割太低，可损伤延髓呼吸中枢，引起呼吸停止。

图5-25 兔脑干横切部位示意 图5-26兔的去大脑僵直 附：小白鼠的去大脑僵直

将小白鼠用乙醚麻醉，沿矢状缝剪开头部皮肤至耳缘水平，暴露颅骨；认清矢状缝与人字缝，在人字缝前3～5mm处，将手术刀片与矢状缝垂直，稍斜向口裂方向插入，切断脑干，将手术刀片留在脑中。 【思考题】

出现去大脑僵直后，再切断脊髓背根，肌紧张有何变化?

实验37大脑皮层诱发电位

【实验目的】 学习大脑皮层诱发电位的记录方法，熟悉其波形特征，了解其波形形成原理。

【实验原理】 当感觉传入系统各个水平受到刺激时，在皮层的某一区域可记录到电位变化，称皮层诱发电位。由于皮层不断活动产生自发脑电，因此，诱发电位是出现在自发脑电的背景上的。自发脑电越小，诱发脑电越清楚。我们可从两方面来突出诱发电位：一是使用深度麻醉的方法来压低自发脑电；二是根据皮层诱发电位的潜伏期和反应较恒定，采用计算机对诱发脑电的叠加平均法，来清晰的显示诱发电位，称为平均诱发电位。我们在外周进行刺激，在皮层引导诱发电位，这是寻找感觉在皮层投射部位的一个重要方法。 【实验对象】 家兔。

【器材和药品】 哺乳类动物手术器械、兔手术台、咬骨钳、颅骨钻、电极支架、皮层电位引导电极、刺激电极、10%氨基甲酸乙酯与1%氯醛糖混合麻醉剂、滴管、棉花、骨蜡、生理盐水。 【操作步骤】

(1)称重、麻醉：用10%氨基甲酸乙酯和1%氯醛糖混合麻醉剂(5m1/kg)耳缘静脉麻醉，麻醉深度维持呼吸在20次/min左右，可酌情补充用量(也可用3%戊巴比妥钠lml/kg静脉注射)。 (2)常规作气管插管。

(3)动物改俯卧位，在右后肢膝关节下方胫骨粗隆外侧下缘切开皮肤和肌腱，分离出腓总神经，套上保护电极，关闭皮肤切口。

(4)剪去兔头顶部毛，沿正中线切开皮肤、暴露颅骨，分离骨膜，在矢状缝左侧2～lOmm，人字缝前5～lOmm钻颅，用咬骨钳扩开创口，孔径约7mm～lOmm。勿损伤矢状窦和硬脑膜。骨缝出血用骨蜡封闭。 (5)仪器调试：

①1通道信号输入选“神经放电”。根据需要调整增益。

②刺激器设置：串刺激、强度3.OV、波宽3ms、波间隔lOms、串长1。

本文来源：https://www.bwwdw.com/article/od6a.html